環境DNAの社会実装に向けた障壁とその解決策(簡易日本語版)
土居秀幸、京都大学大学院情報学研究科 生物圏情報学講座 教授
中村圭吾、 (公財)リバーフロント研究所 主席研究員
※本稿は、以下の英文原稿を機械翻訳（DeepL）を中心に日本語にしたものです。日本語の原稿としては多少不自然なところがあるかもしれませんが、そこはご容赦ください。筆者らにおいて適宜意訳したり、分かりやすい日本語になるように解説、コメントしている部分も含みます。環境DNAの最新の研究や活用の状況の理解、社会実装に向けた課題やその解決の方向性の参考になれば幸いです。
Doi, H., Nakamura, K. Dominant barriers and the solutions to the social application of environmental DNA. Landscape and Ecological Engineering 19, 305–312 (2023).
要旨
生物モニタリングのための環境DNA法は、ここ10年でますます普及してきています。これまで、環境DNAの検出と定量化は、様々な生態系の様々な分類群に対して行われてきました。環境DNA法は、広い空間スケールの生息場を少ないコストとかく乱で生物群集の調査を行うことができます。2030年までに自然減少傾向に歯止めをかけ、「ネイチャーポジティブ」になるためのロードマップはまだ明らかにされていません。そのため、商業活動や公共事業が環境に与える影響の把握を支援する指標の開発が急務であり、広域の群集調査による環境DNAは、これらの指標開発に大きく貢献することができます。環境DNA調査の応用にあたっては、このような社会実装のための潜在的な限界について、多くの検討がなされてきました。ここでは、環境DNA調査にあたっては、社会実装を阻む主要な障壁を整理しました。具体的には、1)技術的な問題、2)環境DNA調査のコストと予算、3)人的資源、4)ネイチャーポジティブ社会の実現に向けた社会的受容とセンスメイキング、の4つの障壁について議論します。ここではさらに、これらの障壁に対して、技術的側面と社会的側面を含む様々な観点から、解決策の可能性を提示しました。
キーワード：環境DNA、社会実装、ネイチャーポジティブ、データベース、政策
はじめに
生物多様性、機能、サービスを含む生態系の健全性の低下は、人類社会における主要な課題です。経済分野においても、気候変動が生物多様性に与える影響は看過できません。世界経済フォーラムは、世界経済（GDP）のほぼ半分が天然資源に中～高程度に依存していることを示唆しました。ほとんどの国がこれを深刻に受け止め、2021年のG7サミットで「ネイチャーポジティブ」な経済を受け入れることに合意しています。自然の衰退の流れを止め、2030年までに「ネイチャーポジティブ」になるための「ロードマップ」を明らかにするのは、まだ先の話です。このように、商業活動や公共事業が環境に与える影響を把握するための指標の整備が急務となっています。また、そのための指標として、広域の環境を簡単に調査できる新しい手法の開発も必要です。
近年の分子生物学の進歩に伴い、環境中の生物のDNAを用いた生物学的調査がここ10年でますます盛んになってきています。環境DNA調査からは、生息地で採取した水や土壌から、高い分類学的解像度で生物の分布や変化に関する情報を得ることができます。環境DNA法は、水、土壌、大気などの生態系から直接採取したDNAを解析する方法です。この手法は、河川、湖沼、海洋など、さまざまな水域に生息する多くの生物種に適用されています。さらに、陸上での検出にも応用されています。環境DNAは、植物、軟体動物、昆虫、甲殻類、魚類、爬虫類、両生類、鳥類、哺乳類など、様々な分類群に対して検出・定量が行われています。また、環境DNA法は、希少な生息地の撹乱を軽減することができます。そのため、環境DNA 法は、より少ないコストと攪乱で、より広い空間スケールの群集調査が可能です。
環境DNAによる広範な群集調査は、自然の劣化の傾向を評価する指標の開発に大きく貢献し、"ネイチャーポジティブ "の達成を助けることができます。生態系の状態を示す実用的な指標を開発するためには、環境DNAデータと地理情報など他の情報を組み合わせて、解析手法の開発を支援することも検討すべきでしょう。環境DNAをはじめとする環境データを社会に実装するための研究開発（R&D）の推進と仕組みの構築が必要です。そのためには、アカデミアだけでなく、経済の専門家や行政などのステークホルダーを巻き込んで、環境DNAの調査データを自然のネガティブあるいはポジティブ指標に活用するための議論を行う必要があります。
環境DNA調査の応用にあたっては、社会実装の限界の可能性、特に技術的な問題や環境DNA手法のコストについて、数多くの議論が検討されてきました。実装に当たって重要な技術的問題のひとつは手法の標準化です。例えば、過剰な懸濁物質を含む大量の水をろ過することは非現実的です。さらに、サンプルにPCR検査を阻害する物質が含まれている場合、それらを除去する手順を組み込む必要があります。また、時間的、経済的、運搬的な制約がある場合もあります。環境DNA検査のコスト削減とデータ解析の簡略化により、環境DNAはそれを待ち望む研究グループにも一般的なものとなるでしょう。環境DNA 研究コミュニティには、最低限必要な情報についてのベストプラクティス（または標準） があります。しかし、データベースやその後の手法開発など、技術的な問題の詳細については、十分に検討されていません。さらに、環境DNA法を利用するための人的資源や、環境DNAバイオモニタリングの利用における社会的受容や センスメイキング（納得or腹落ち）も、環境DNA調査の適用における重要な障壁ですが、これらについては、環境DNA調査を適用する際に十分な議論がなされていません。
そこで、本稿では環境DNA調査の社会実装にあたっては、どのような障壁が支配的であるのかを整理しました。特に、1）実装のための技術的問題、2）環境DNA調査に要するコスト、3）人的資源、4）「ネイチャーポジティブ」社会に向けた社会的受容とセンスメイキング、の4つの支配的な障壁について述べます。
環境DNAの実践における4つの障壁
1) 実践における技術的な問題点
技術標準化と普及
環境DNA技術を広く普及させるためには、環境DNAの標準化が必要です。そのため、環境DNA協会、米国やスイスの公共事業、EUのCOST Action DNAqua-Net研究プロジェクトなどからマニュアルが発行されており、図解入りで初めて環境DNAに取り組む技術者が理解しやすいように作成されています。また、日本では環境省が特に淡水魚の検出に関するマニュアルを公共機関向けに作成しています。技術の標準化についてはGoldbergら(2016）、Deinerら（2017）などで検討されており、マニュアルに基づく測定技術（種特異的プライマー、メタバーコーディング用ユニバーサルプライマーなど）の評価・開発が求められています。マニュアルは、（論文等に）公表されている手法に限定されています。実際は、様々な手法が研究開発されており、技術進歩や実用効率を考えると柔軟な運用が可能であると思われます。そのため、フィルターの仕様、試薬、キットなど、調査結果の精度を確保しつつ、柔軟性をどう担保するかが課題となっています。環境DNA法はこの10年で大きな進歩を遂げましたが、使用される手法も常に変化しています。例えば、日本では当初、水からの環境DNA抽出に限外ろ過を使用していましたが、その後、ガラスろ過が使用され、さらにステリベックスカートリッジフィルターによるろ過が行われるようになりました。近年では、簡便かつ短時間でろ過・抽出が可能なオンサイト（現地）分析手法が開発されています。
環境DNAの測定においては、クローニングを用いた初期の解析からメタバーコーディング、リアルタイムPCR、デジタルPCR、モバイルPCRなど多くの新しい技術が登場しています。これらの変化し続ける手法を次々と社会実装することは困難です。技術仕様の変更は事業継続に大きな影響を与えます。現在、Minamotoら (2021)や前述のマニュアルなどを用いて、ある程度方法が整備されていますが、このような標準化された技術を用い、ある程度効果が確認された技術で社会実装を進める方が良いのではないでしょうか。また、サンプルが保存されていれば、サンプル採取時にはなかった技術、特にシークエンスなどの測定技術で再測定することで、将来的に新たなデータを得ることができる可能性があります。
私たちは通常、種特異解析とメタバーコーディング解析のためのプライマーについては、一般に公開されているものを使用します。これらのプライマーは、開発された地域の群集組成を考慮し、作成されたものです。特に、種特異的な検出では、公表されているプライマーでは対象外の種を検出してしまう可能性があります。したがって、環境DNA法を標準化においては、プライマーを適用する地域を考慮する必要があります。
データベース
データベースとしては、米国国立生物工学情報センター（NCBI）や日本DNAデータバンク（DDBJ）などの遺伝子データベースが常に登録されており、新しい配列や種が利用可能になると登録されるようになってきています。ミトコンドリアDNA（mtDNA）12S領域などは、魚類以外の分類群のデータベースは未完成です。研究がほとんど行われていない分類群もあります。これらの分類群における研究や人材育成の不足は、環境DNA調査のさらなる活用にとっては大きな障壁となる可能性があります。
バイオインフォマティクスに基づく適切なデータベースの構築とコスト確保
DNAデータベースは、再利用や他のデータとの統合を容易にするための一貫性のある形式やオープンなプラットフォームで管理されていることは少ないです。環境DNA解析のためのデータベースや運営予算とともに、ストックデータに対するデータベースの形式や中味に関する主要な問題を解決することが望まれます。環境DNA を DNA データベースに取り込むための初期段階は、すでにオーストラレーシア（オーストラリアやニュージーランドなど）、米国、ヨーロッ パで実施されています。例えば、米国では水生種の出現状況と 環境DNA のデータベースである eDNAtlas が構築されています。また、ニュージーランド やスウェーデンでも同様の地域プログラムが確立されています。
このような種の分布に関するデータベースは、グローバル生物多様性情報ファシリティ（GBIF）のように、地域や地球を横断する生物多様性研究に利用されているほか、群集形成や景観における種の分布といった一般的な生態学理論を探求するためにも利用されています。Berry ら（2021）が言うように、環境DNA 研究は、生物多様性データベースに記録を残すことで、他の種分布データベースと同様に、一次研究のインパクトを拡大することができます。例えば、Atlas of Living Australia データベース（ALA）は、西オーストラリア州の熱帯海水魚の調査のためのデータベースです。環境DNA データを画像や博物館の記録と並べることで、学生が探索できる生物多様性データベースがさらに充実します。そのため、ALAデータベースは学校へのアウトリーチ活動にも利用されています。
最新技術
今後は、生態系に生息する生物の多くの分類群をカバーする、より正確な種の同定技術や、種内の遺伝的多様性の高い分類分解能の開発が求められるとともに、DNAに加えて、RNAやタンパク質など環境中の生体分子を用いた生態系調査である環境オミックスの発展も期待されています。環境オミックスの開発により、生理状態（魚の気持ち）や個体の大きさ、成長段階など、これまで得られなかった生物の状態を示す個体レベルの情報取得が大きく前進すると期待されています。
また、配列データの精査に必要な環境DNA結果の解釈技術を支援し、向上させるためのプラットフォームの開発も必要です。研究手法や解析手法は常に進化しています。したがって、解析方法だけでなく、使用した機器やソフトウェアなどの一連の解析フローを記録し、その後の結果の解釈を可能にすることが必要です。実験報告書（や業務報告書）の標準化も検討すべきで、qPCR、検出・定量限界、メタバーコーディングについては、すでに一部提供されています。日本では、環境省と国土交通省が 環境DNA の調査・実験に関する標準的な報告書を作成しています。
2) 環境DNA調査にかかるコスト
生物調査において、最適なサンプリング方法は、モニタリングの目的だけでなく、各手法の感度、容易さ、費用対効果にも依存します。Smartら（2016）は、環境DNA調査のコストを見積もるためのモデルを開発しました。このモデルでは，異なるパラメータ値や仮定が各サンプリング手法の費用対効果に及ぼす影響を定量化できるため，捕獲調査や観察調査といった従来の手法とコストを比較し，サンプリング手法間のトレードオフを評価することが可能です。例えば、カエルの生息調査において、環境DNAは効率が高いが、捕獲法などの既存手法の検出能力が高ければ、既存手法の方がむしろ費用対効果が高い場合があります。日本では、魚類の環境DNA調査の導入により、（これまでと同等の調査を行った場合）河川水辺の国勢調査のコストが約30％削減されると試算されています（北川ら 未発表）。
分子解析のコストは年々低下しています。たとえばゲノム解析のコストでは、2007年から2021年にかけて、DNA塩基対あたりの配列決定コストは約10,000,000分の１に激減しました）。特にHTS（超並列シークエンス）を用いた場合、今後もイノベーションによって解析コストが劇的に低下すると思われます。今現在、現実的なコスト削減策としては、前処理（採水・ろ過）と分析の段階をそれぞれ研究会社と分析会社に分けて発注することで、環境DNA分析にかかる総コストを下げることが可能でしょう。
3）人的資源 （人材育成）
環境DNAの調査には、現場（採水・ろ過）、ラボでの分析（または分析会社への送付）、解釈（分子生態学や種生物学の知識）という実務的な3つのステップが存在します。環境DNA調査の複数のステップにおいて、各企業間の連携や情報交換、バランスの取れた人材育成が必要です。また、実践的なステップの品質を維持するために、各ステップの品質レベルを認識する認証システムを導入することが推奨されます。特に、環境DNAやシークエンスデータの解釈や解析には、それぞれ異なる背景や知識が必要とされるため、実技を含む環境DNA調査には、数段階の認証システムを導入することを推奨します。
それぞれのバックグラウンドが異なるため、使用される環境DNAの用語も異なっています。例えば、「環境DNA」の意味はまだ解明されておらず、今後環境DNA調査で使用する上で極めて重要です（Pawlowski et al. 2020; Rodriguez-Ezpeleta et al. 2021）。
生物学的知見に基づき、環境DNA解析結果を正しく解釈・判断できる人材の確保・育成が必要です。種の多様性などの生物学的指標を評価するためには、機械学習などのAIを活用することができます。例えば、Cordierら（2018）は、教師あり機械学習を用いることで、配列の分類学的所属にかかわらず、様々な環境DNAメタバーコーディングデータから生物学的指標値を正確に予測できることを示しました。彼らは、機械学習によって、任意の分子マーカーを用いた分類学に基づく環境DNA生物評価の限界を克服し、生物学的指標値を評価できることを示唆しました。
環境DNAの手法や解析に関する研修や講義は様々な学会や企業で行われていますが、環境DNAの手法や解析に関する認証は行われていません。したがって、特に学術機関による環境DNA法・解析の認証制度を用いて、環境DNA技術のレベルを確保することが推奨されます。
4）「ネイチャーポジティブ」社会の受容とセンスメイキング
「はじめに」で述べたように、「ネイチャーポジティブ」経済に向けた国際的な活動が活発化し、TNFD（Taskforce on Nature-related Financial Disclosures）等を通じて、企業の生物多様性への取り組みが評価される可能性が出てきています。2030年までに30%の保護区を確保することを目指す「30 by 30」イニシアティブが進展し、OECM（Other-Effective Conservation Measure）（自然共生サイト）の議論が活性化しています。英国では、開発事業において生物多様性の10％純増(ネットゲイン)が環境法で義務付けられています。今後、各国で「ネイチャーポジティブ」に向けた政策が進められることは間違いなく、低コストでの調査・評価手法 が求められます。企業活動が保護地域の生物の状態に与える影響を簡便かつ定量的に把握する手法の開発は喫緊の課題であり、環境DNA解析はその解決策の一つとして期待されています。
環境DNA調査の応用にあたっては、社会的な課題に基づいて、環境DNA技術が社会に適切に適用されることを示す必要があります。その際、DNAは最新の技術であり、解析結果も正確であると、社会的には認知（あるいは誤解）されているため、環境DNA調査で「何ができるのか」だけでなく、環境DNA調査で「何ができないのか」を示す必要があります。メタバーコーディングのためのDNA検出やデータベース照合の限界など、環境DNA調査の限界は、調査戦略を決定する上で有用な情報となります。したがって、環境DNAと、従来の捕獲調査、モデリング、統計解析手法などの既存の手法のうち、多種サイト占有モデルや種の分布のための生息適地モデルなど、環境DNA調査に適した最適な組み合わせを開発する必要があります（例えば、Fukaya et al. 2022）。
米国、EU、アジア諸国など一部の国では、政府が生物多様性や外来種管理のために環境DNA調査を導入しています。 例えば、EUや米国諸国では、魚類、貝類、ザリガニなどの外来種が環境DNA調査によってモニタリングされています（e.g., Sepulveda et al.）。 日本では、気候変動に起因すると思われる災害の激化に対応して、国土交通省が流域治水の取り組みを開始し、流域治水と連携したグリーンインフラの活用による流域環境のとりくみを実施すると発表しました（Nakamura 2022）。遠賀川・筑後川では、河川における河川水辺の国勢調査結果と流域における地元研究者の生物調査結果を組み合わせて生物多様性ポテンシャルマップを作成しています（遠山ら 2019）。河川水辺の国勢調査には膨大な労力とコストがかかるため、代替手法として環境DNAの利用が期待されています（※実際に試行がはじまっています）。今後指定されるOECM（自然共生サイト）では、地球規模の生物調査を行うことは難しいですが、OECM地域の生物多様性情報を把握するためには簡易な調査が必要であり、環境DNAの利用が期待されます。
環境DNA解析では、継続的なデータ取得、保存、解析のための予算確保が課題です。現在日本で行われているプロジェクトの多くは科学研究費や補助金で行われており、研究費や補助金期間終了後の調査を維持するための予算がありません。河川水辺の国勢調査は国土交通省が定期的に実施しているため、日本で唯一継続的な予算確保が見込まれる調査です。しかし、研究のために行う調査ではないため、長期にわたってどのレベルの情報を維持できるかは未知数です。ANEMONEプロジェクトのような（民間企業と大学等が連携した）大規模調査プロジェクトも、今後の大きな可能性があります。そのためには、継続的な予算の確保が重要であり、学術・公的機関・市民調査から得られた環境DNA解析結果を包括的・継続的に保存・活用するための体制作りと予算確保が急務です。
おわりに
生態系の状態を表す実用的な指標を開発するためには、環境DNAデータと地理情報など他の情報を組み合わせることを検討し、解析手法を開発する必要があります。そのためには、研究開発の推進と、環境DNAをはじめとする環境データの社会実装のための仕組みの構築が必要です。ここでは、環境DNAの社会的応用にあたっては、支配的な障壁を整理し、1）実装のための技術的問題、2）環境DNA調査に要するコスト、3）人的資源、4）「ネイチャーポジティブ」社会に向けた社会的受容とセンスメイキングの4つの障壁について論じました。政策立案者と議論するための、障壁の詳細と4つの障壁の解決策を提起しました。ここでは、支配的な障壁を解決するために、技術的、社会的側面を含む様々な視点を提供しました。環境DNA調査の応用にあたっては、政策立案とともに、ゲノムデータベース、遺伝学的手法、保存などのさらなる技術開発が必要です。これらの視点が、「ネイチャーポジティブ社会」の実現に向けた環境DNA調査適用のための障壁解決の第一歩となることを期待します。
謝辞
本原稿に貴重なコメントをいただいた土木研究所の村岡敬子さん、菅野一輝さん、篠原隆佑さんに感謝します。また、本研究を助成していただいた公益財団法人クリタ水・環境科学振興財団に感謝します。
参考文献
Barnes MA, Turner CR (2016) The ecology of eDNA and implications for conservation genetics. Conserv Genet 17:1–17. https://doi.org/10.1007/s10592-015-0775-4
Barnes MA, Turner CR, Jerde CL, Renshaw MA, Chadderton WL, Lodge DM (2014) Environmental conditions influence environmental DNA persistence in aquatic systems. Environ Sci Technol 48:1819–1827. https://doi.org/10.1021/es404734p
Bekkaoui F, Poisson I, Crosby W, Cloney L, Duck P (1996) Cycling probe technology with RNase H attached to an oligonucleotide. Bio. Techniques 20:240–248, https://doi.org/10.2144/96202rr01
Berry O, Jarman S, Bissett A, Hope M, Paeper C, Bessey C, Schwartz MK, Hale J, Bunce M (2021) Making environmental DNA (eDNA) biodiversity records globally accessible. Environ DNA 3:699–705. https://doi.org/10.1002/edn3.173
Bista I, Carvalho GR, Walsh K, Seymour M, Hajibabaei M, Lallias D, Christmas M, Creer S (2017) Annual time-series analysis of aqueous environmental DNA reveals ecologically relevant dynamics of lake ecosystem biodiversity. Nat Commun 8:14087, https://doi.org/10.1038/ncomms14087
Bruce K, Blackman RC, Bourlat SJ, Hellström M, Bakker J, Bista I, Bohmann K, Bouchez A, Brys R, Clark K, Elbrecht V. (2021) A practical guide to DNA-based methods for biodiversity assessment. https://doi.org/10.3897/ab.e68634
Cardinale BJ, Duffy JE, Gonzalez A, Hooper DU, Perrings C, Venail P, Narwani A, Mace GM, Tilman D, Wardle DA, Kinzig AP, Daily GC, Loreau M, Grace JB, Larigauderie A, Srivastava DS, Naeem S, Mace GM, Tilman D, Wardle DA, Kinzig AP, Daily GC, Loreau M, Grace JB, Larigauderie A, Srivastava DS, Naeem S (2012) Biodiversity loss and its impact on humanity. Nature 486:59–67. https://doi.org/10.1038/nature11148
Cordier T, Forster D, Dufresne Y, Martins CIM, Stoeck T, Pawlowski J (2018) Supervised machine learning outperforms taxonomy‐based environmental DNA metabarcoding applied to biomonitoring. Mol Ecol Resour 18:1381–1391. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12926
Darling JA, Mahon AR (2011) From molecules to management: adopting DNA-based methods for monitoring biological invasions in aquatic environments. Environ Res 111:978–988. https://doi.org/10.1016/j.envres.2011.02.001
Davy CM, Kidd AG, Wilson CC (2015) Development and validation of environmental DNA (eDNA) markers for detection of freshwater turtles. PLOS ONE 10:e0130965. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0130965
Deiner K, Altermatt F (2014) Transport distance of invertebrate environmental DNA in a natural river. PLOS ONE 9:e88786. https://doi.org/10.1371
Deiner K, Bik HM, Mächler E, Seymour M, Lacoursière‐Roussel A, Altermatt F, Creer S, Bista I, Lodge DM, de Vere N, Pfrender ME, Bernatchez L, Bista I, Lodge DM, de Vere N, Pfrender ME, Bernatchez L (2017) Environmental DNA metabarcoding: transforming how we survey animal and plant communities. Mol Ecol 26:5872–5895. https://doi.org/10.1111/mec.14350
Deiner K, Walser J-C, Mächler E, Altermatt F (2015) Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA. Biol Conserv 183:53–63. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2014.11.018
Doi H, Inui H, R, Akamatsu Y, Kanno K, Yamanaka H, Takahara T, Minamoto T (2017a) Environmental DNA analysis for estimating the abundance and biomass of stream fish. Freshw Biol 62:30–39. https://doi.org/10.1111/fwb.12846
Doi H, Takahara H, T, Minamoto T, Matsuhashi S, Uchii K, Yamanaka H (2015a) Droplet digital PCR outperforms real-time PCR in the detection of environmental DNA from an invasive fish species. Environ Sci Technol 49:5601–5608. https://doi.org/10.1021/acs.est.5b00253
Doi H, Katano H, I, Sakata Y, Souma R, Kosuge T, Nagano M, Ikeda K, Yano K, Tojo K (2017) Detection of an endangered aquatic heteropteran using environmental DNA in a wetland ecosystem. R Soc Open Sci 4:170568. https://doi.org/10.1098/rsos.170568
Doi H, Uchii H, K, Matsuhashi S, Takahara T, Yamanaka H, Minamoto T (2017) Isopropanol precipitation method for collecting fish environmental DNA. Limnol Oceanogr Methods 15, 212-218 https://doi.org/0.1002/lom3.10161
Doi H, Uchii K, Takahara T, Matsuhashi S, Yamanaka H, Minamoto T (2015b) Use of droplet digital PCR for estimation of fish abundance and biomass in environmental DNA surveys. PLOS ONE 10:e0122763. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0122763
Doi H, Watanabe T, Nishizawa N, Saito T, Nagata H, Kameda Y, Maki N, Ikeda K, Fukuzawa T. (2021) On‐site environmental DNA detection of species using ultrarapid mobile PCR. Mol Ecol Res. 212364-2368. https://doi.org/10.1111/1755-0998.13448
Eichmiller JJ, Miller LM, Sorensen PW (2016) Optimizing techniques to capture and extract environmental DNA for detection and quantification of fish. Mol Ecol Res16:56–68. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12421
Evans NT, Lamberti GA (2018) Freshwater fisheries assessment using environmental DNA: A primer on the method, its potential, and shortcomings as a conservation tool. Fish Res 197:60–66. https://doi.org/10.1016/j.fishres.2017.09.013
Ficetola GF, Miaud C, Pompanon F, Taberlet P (2008) Species detection using eDNA from water samples. Biol Lett 4:423–425. https://doi.org/10.1098/Rsbl.2008.0118
Ficetola GF, Pansu J, Bonin A, Coissac E, Giguet‐Covex C, Gielly MDBL, Lopes CM, Boyer F, Pompanon F, Rayé G, Taberlet P (2015) Replication levels, false presences and the estimation of the presence/absence from eDNA metabarcoding data. Mol Ecol Res 15:534–556. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12338
Fujiwara A, Matsuhashi S, Doi H, Yamamoto S, Minamoto T (2016) Use of environmental DNA to survey the distribution of an invasive submerged plant in ponds. Freshw Sci 35:748–754. https://doi.org/10.1086/685882
Fukaya K, Kondo NI, Matsuzaki SS, Kadoya T (2022) Multispecies site occupancy modeling and study design for spatially replicated environmental DNA metabarcoding. Methods Ecol Evol 13:183–193. https://doi.org/10.1111/2041-210X.13732
Fukumoto S, Ushimaru A, Minamoto T (2015) A basin-scale application of environmental DNA assessment for rare endemic species and closely related exotic species in rivers: a case study of giant salamanders in Japan. J Appl Ecol 52:358–365. https://doi.org/10.1111/1365-2664.12392
Fukuzawa T, Kameda Y, Nagata H, Nishizawa N, Doi H. (2022) Filtration extraction method using microfluidic channel for measuring environmental DNA. Mol Ecol Res 22:2651-2661. https://doi.org/10.1111/1755-0998.13657
Goldberg CS, Strickler KM, Pilliod DS (2015) Moving eDNA methods from concept to practice for monitoring aquatic macroorganisms. Biol Conserv 183:1–3. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2014.11.040
Goldberg CS, Turner CR, Deiner K, Klymus KE, Thomsen PF, Murphy MA, Spear SF, McKee A, Oyler-McCance SJ, Cornman RS, Laramie MB, Mahon AR, Lance RF, Pilliod DS, Strickler KM, Waits LP, Fremier AK, Takahara T, Herder JE, Taberlet P (2016) Critical considerations for the application of environmental DNA methods to detect aquatic species. Methods Ecol Evol 7:1299–1307. https://doi.org/10.1111/2041-210X.12595
Hartman LJ, Coyne SR, Norwood DA (2005) Development of a novel internal positive control for TaqMan based assays. Mol Cell Probes 19:51–59. https://doi.org/10.1016/j.mcp.2004.07.006
Ikeda K, Doi H, Tanaka K, Kawai T, Negishi JN (2016) Using environmental DNA to detect an endangered crayfish Cambaroides japonicus in streams. Conserv Genet Resour 8:231–234. https://doi.org/10.1007/s12686-016-0541-z
Ishige T, Miya M, Ushio M, Sado T, Ushioda M, Maebashi K, Yonechi R, Lagan P, Matsubayashi H (2017) Tropical-forest mammals as detected by environmental DNA at natural saltlicks in Borneo. Biol Conserv 210:281–285. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2017.04.023
Jane SF, Wilcox TM, McKelvey KS, Young MK, Schwartz MK, Lowe WH, Letcher BH, Whiteley AR (2015) Distance, flow and PCR inhibition: environmental DNA dynamics in two headwater streams. Mol Ecol Res15:216–227. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12285
Jerde CL, Mahon AR, Chadderton WL, Lodge DM (2011) ‘Sight unseen’ detection of rare aquatic species using environmental DNA. Conserv Lett 4:150–157. https://doi.org/10.1111/j.1755-263X.2010.00158.x
Jerde CL, Olds BP, Shogren AJ, Andruszkiewicz EA, Mahon AR, Bolster D, Tank JL (2016) Influence of stream bottom substrate on retention and transport of vertebrate environmental DNA. Environ Sci Technol 50:8770–8779. https://doi.org/10.1021/acs.est.6b01761
Jo T, Murakami H, Masuda R, Sakata MK, Yamamoto S, Minamoto T (2017) Rapid degradation of longer DNA fragments enables the improved estimation of distribution and biomass using eDNA. Mol Ecol Res 17:e25–e33. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12685
Klymus KE, Merkes CM, Allison MJ, Goldberg CS, Helbing CC, Hunter ME, Jackson CA, Lance RF, Mangan AM, Monroe EM, Piaggio AJ, Stokdyk JP, Wilson CC, Richter CA, Lance RF, Mangan AM, Monroe EM, Piaggio AJ, Stokdyk JP, Wilson CC, Richter CA (2020) Reporting the limits of detection and quantification for environmental DNA assays. Environ DNA 2:271–282. https://doi.org/10.1002/edn3.29
Lacoursière-Roussel A, Rosabal M, Bernatchez L (2016) Estimating fish abundance and biomass from environmental DNA concentrations: variability among capture methods and environmental conditions. Mol Ecol Res16:1401–1414. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12522
Langlois VS, Allison MJ, Bergman LC, To TA, Helbing CC (2021) The need for robust qPCR‐based eDNA detection assays in environmental monitoring and species inventories. Environ DNA 3:519–527. https://doi.org/10.1002/edn3.164
Locke H, Rockström J, Bakker P, Bapna M, Gough M, Hilty J, Lambertini M, Morris J, Polman P, Rodriguez CM, Samper C (2021) A nature-positive world: the global goal for nature. https://www.wbcsd.org/download/file/11960
Mahon AR, Barnes MA, Li F, Egan SP, Tanner CE, Ruggiero ST, Feder JL, Lodge DM (2013) DNA-based species detection capabilities using laser transmission spectroscopy. J R Soc Interface 10:20120637. https://doi.org/10.1098/rsif.2012.0637
Matsuhashi S, Doi H, Fujiwara A, Watanabe S, Minamoto T (2016) Evaluation of the environmental DNA method for estimating distribution and biomass of submerged aquatic plants. PLOS ONE 11:e0156217. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0156217
Minamoto T, Naka T, Moji K, Maruyama A (2016) Techniques for the practical collection of environmental DNA: filter selection, preservation, and extraction. Limnology 17:23– 32. https://doi.org/10.1007/s10201-015-0457-4
Minamoto T, Miya M, Sado T, Seino S, Doi H, Kondoh M, Nakamura K, Takahara T, Yamamoto S, Yamanaka H, Araki H. (2021) An illustrated manual for environmental DNA research: Water sampling guidelines and experimental protocols. Environmental DNA 3:8-13. https://doi.org/10.1002/edn3.121
Minamoto T, Yamanaka H, Takahara T, Honjo MN, Kawabata Z (2012) Surveillance of fish species composition using environmental DNA. Limnology 13:193–197. https://doi.org/10.1007/s10201-011-0362-4
Miya M, Minamoto T, Yamanaka H, Oka SI, Sato K, Yamamoto S, Sado T, Doi H (2016) Use of a filter cartridge for filtration of water samples and extraction of eDNA. J Vis Exp (117):e54741. https://doi.org/10.3791/54741
Murray DC, Bunce M, Cannell BL, Oliver R, Houston J, White NE, Barrero RA, Bellgard MI, Haile J (2011) DNA-Based faecal dietary analysis: A comparison of qPCR and high throughput sequencing approaches. PLOS ONE 6:e25776. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0025776
Nakagawa H, Yamamoto S, Sato Y, Sado T, Minamoto T, Miya M . Comparing local‐and regional‐scale estimations of the diversity of stream fish using eDNA metabarcoding and conventional observation methods. Freshw Biol 63:569-580. https://doi.org/10.1111/fwb.13094
Nakamura K (2022) Nature-Based Solutions for River Restoration in Japan. In: Ishiwatari, M., Sasaki, D. (eds) Financing Investment in Disaster Risk Reduction and Climate Change Adaptation. Disaster Risk Reduction. Springer, Singapore. https://doi.org/10.1007/978-981-19-2924-3_11
Nathan LM, Simmons M, Wegleitner BJ, Jerde CL, Mahon AR (2014) Quantifying environmental DNA signals for aquatic invasive species across multiple detection platforms. Environ Sci Technol 48:12800–12806. https://doi.org/10.1021/es5034052
Oka SI, Doi H, Miyamoto K, Hanahara N, Sado T, Miya M (2020) Environmental DNA metabarcoding for biodiversity monitoring of a highly diverse tropical fish community in a coral reef lagoon: Estimation of species richness and detection of habitat segregation. Environmental DNA. 3:55-69. https://doi.org/10.1002/edn3.132
Pawlowski J, Apothéloz‐Perret‐Gentil L, Altermatt F (2020) Environmental DNA: what’s behind the term? Clarifying the terminology and recommendations for its future use in biomonitoring. Mol Ecol 29:4258–4264. https://doi.org/10.1111/mec.15643
Piaggio AJ, Engeman RM, Hopken MW, Humphrey JS, Keacher KL, Bruce WE, Avery ML (2014) Detecting an elusive invasive species: a diagnostic PCR to detect Burmese python in Florida waters and an assessment of persistence of eDNA. Mol Ecol Res 14:374–380. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12180
Pilliod DS, Goldberg CS, Arkle RS, Waits LP (2013) Estimating occupancy and abundance of stream amphibians using environmental DNA from filtered water samples. Can J Fish Aquat Sci 70:1123–1130. https://doi.org/10.1139/cjfas-2013-0047
Porazinska DL, Giblin‐Davis RM, Faller L, Farmerie W, Kanzaki N, Morris K, Powers TO, Tucker AE, Sung W, Thomas WK (2009) Evaluating high‐throughput sequencing as a method for metagenomic analysis of nematode diversity. Mol Ecol Re 9:1439–1450. https://doi.org/10.1111/j.1755-0998.2009.02611.x
Rees HC, Maddison BC, Middleditch DJ, Patmore JRM, Gough KC, Crispo E (2014) The detection of aquatic animal species using environmental DNA – a review of environmental DNA as a survey tool in ecology. J Appl Ecol 51:1450–1459. https://doi.org/10.1111/1365-2664.12306
Renshaw MA, Olds BP, Jerde CL, McVeigh MM, Lodge DM (2015) The room temperature preservation of filtered environmental DNA samples and assimilation into a phenol- chloroform-isoamyl alcohol DNA extraction. Mol Ecol Res 15:168–176. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12281
Rodriguez‐Ezpeleta N, Morissette O, Bean CW, Manu S, Banerjee P, Lacoursière‐Roussel A, et al. (2021) Trade‐offs between reducing complex terminology and producing accurate interpretations from environmental DNA: comment on “Environmental DNA: what’s behind the term?” by Pawlowski et al., (2020). Mol Ecol 30:4601–4605. https://doi.org/10.1111/mec.15942
Schmidt BR, Kéry M, Ursenbacher S, Hyman OJ, Collins JP (2013) Site occupancy models in the analysis of environmental DNA presence/absence surveys: a case study of an emerging amphibian pathogen. Methods Ecol Evol 4:646–653. https://doi.org/10.1111/2041-210X.12052
Schneider J, Valentini A, Dejean T, Montarsi F, Taberlet P, Glaizot O, Fumagalli L (2016) Detection of invasive mosquito vectors using environmental DNA (eDNA) from water samples. PLOS ONE 11:e0162493. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0162493
Scriver M, Marinich A, Wilson C, Freeland J (2015) Development of species-specific environmental DNA (eDNA) markers for invasive aquatic plants. Aquat Bot 122:2741. https://doi.org/10.1016/j.aquabot.2015.01.003
Smart AS, Weeks AR, van Rooyen AR, Moore A, McCarthy MA, Tingley R. (2016) Assessing the cost‐efficiency of environmental DNA sampling. Methods Ecol Evol 7:1291-1298. https://doi.org/10.1111/2041-210X.12598
Stoeckle BC, Beggel S, Cerwenka AF, Motivans E, Kuehn R, Geist J (2017) A systematic approach to evaluate the influence of environmental conditions on environmental DNA detection success in aquatic ecosystems. PLOS ONE 12:e0189119. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0189119
Sundberg P, Obst M, Dahlgren T, Panova M, Axberg A (2020) Swedish eDNA. Gotherburg. https://www.gu.se/en/research/swedna-swedish-edna-lab. University of Gotherburg, Sweden
Takahara T, Minamoto T, Doi H (2013) Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds. PLOS ONE 8:e56584. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0056584
Takahara T, Minamoto T, Yamanaka H, Doi H, Kawabata ZI. (2012) Estimation of fish biomass using environmental DNA. PloS ONE.7:e35868. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0035868
Thalinger B, Deiner K, Harper LR, Rees HC, Blackman RC, Sint D, Traugott M, Goldberg CS, Bruce K (2020). A validation scale to determine the readiness of environmental DNA assays for routine species monitoring. Environmental DNA 3: 823-836. https://doi.org/10.1002/edn3.189
Thomsen PF, Kielgast JOS, Iversen LL, Wiuf C, Rasmussen M, Gilbert MTP, Orlando L, Willerslev E (2012) Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Mol Ecol 21:2565–2573. https://doi.org/10.1111/j.1365-294X.2011.05418.x
Thomsen PF, Willerslev E (2015) Environmental DNA – an emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity. Biol Conserv 183:4–18. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2014.11.019
Toyama T, Onikura N, Mitsumasu S, Saito Y (2019) Construction of fish species distribution models for Class A rivers and development of the system for supporting Nature-oriented river work. Advances in River Engineering. 25:363-368 (in Japanese). https://doi.org/10.11532/river.25.0_363
Tréguier A, Paillisson J-M, Dejean T, Valentini A, Schlaepfer MA, Roussel J-M (2014) Environmental DNA surveillance for invertebrate species: advantages and technical limitations to detect invasive crayfish Procambarus clarkii in freshwater ponds. J Appl Ecol 51:871–879. https://doi.org/10.1111/1365-2664.12262
Tsuji S, Takahara T, Doi H, Shibata N, Yamanaka H (2019). The detection of aquatic macroorganisms using environmental DNA analysis—A review of methods for collection, extraction, and detection. Environmental DNA. 1:99-108. https://doi.org/10.1002/edn3.21
Turner CR, Barnes MA, Xu CCY, Jones SE, Jerde CL, Lodge DM (2014) Particle size distribution and optimal capture of aqueous macrobial environmental DNA. Methods Ecol Evol 5:676–684. https://doi.org/10.1111/2041-210X.12206
Uchii K, Doi H, Minamoto T (2016) A novel environmental DNA approach to quantify the cryptic invasion of non-native genotypes. Mol Ecol Res 16:415–422. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12460
Uchii K, Doi H, Yamanaka H, Minamoto T (2017) Distinct seasonal migration patterns of Japanese native and non-native genotypes of common carp estimated by environmental DNA. Ecol Evol 7:8515–8522. https://doi.org/10.1002/ece3.3346
Ushio M, Fukuda H, Inoue T, Makoto K, Kishida O, Sato K, Murata K, Nikaido M, Sado T, Sato Y, Takeshita M, Iwasaki W, Yamanaka H, Kondoh M, Miya M (2017) Environmental DNA enables detection of terrestrial mammals from forest pond water. Mol Ecol Res 17:e63–e75. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12690
Ushio M, Murata K, Sado T, Nishiumi I, Takeshita M, Iwasaki W, Miya M (2018) Demonstration of the potential of environmental DNA as a tool for the detection of avian species. Sci Rep 8:4493. https://doi.org/10.1038/s41598-018-22817-5
Wilcox TM, McKelvey KS, Young MK, Sepulveda AJ, Shepard BB, Jane SF, Whiteley AR, Lowe WH, Schwartz MK (2016) Understanding environmental DNA detection probabilities: A case study using a stream-dwelling char Salvelinus fontinalis. Biol Conserv 194:209–216. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2015.12.023
World Economic Forum. (2020). The future of jobs report 2020. Geneva, Switzerland: World Economic Forum.
Wozney KM, Wilson CC (2017) Quantitative PCR multiplexes for simultaneous multispecies detection of Asian carp environmental DNA. J Gr Lakes Res 43:771–776. https://doi.org/10.1016/j.jglr.2017.05.001
Yamamoto S, Minami K, Fukaya K, Takahashi K, Sawada H, Murakami H, Tsuji S, Hashizume H, Kubonaga S, Horiuchi T, Hongo M, Nishida J, Okugawa Y, Fujiwara A, Fukuda M, Hidaka S, Suzuki KW, Miya M, Araki H, Yamanaka H, Maruyama A, Miyashita K, Masuda R, Minamoto T, Kondoh M (2016) Environmental DNA as a “snapshot” of fish distribution: a case study of Japanese jack mackerel in Maizuru Bay, Sea of Japan. PLOS ONE 11:e0149786. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0149786
Yamanaka H, Minamoto T (2016) The use of environmental DNA of fishes as an efficient method of determining habitat connectivity. Ecol Indic 62:147–153. https://doi.org/10.1016/j.ecolind.2015.11.022